Сравнительный анализ скрининговых методов детекции точечных мутаций на примере выявления мутации N501Y в коронавирусе SARS-CoV-2


DOI: https://dx.doi.org/10.18565/epidem.2021.11.4.31-7

Черкашина А.С., Голубева А.Г., Соловьева Е.Д., Валдохина А.В., Буланенко В.П., Петров В.В., Красовитов К.В., Есьман А.С., Миронов К.О., Родионова Е.Н., Шипулина О.Ю., Хафизов К.Ф., Акимкин В.Г.

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия
Цель исследования. Сравнение различных методов выявления точечных нуклеотидных мутаций в рамках изучения генетического разнообразия коронавируса SARS-CoV-2.
Материалы и методы. Исследование проводили на выборке образцов от пациентов, содержащих генетический материал коронавируса SARS-CoV-2. Были использованы 3 метода: в качестве золотого стандарта – фрагментное секвенирование по Сэнгеру, ПЦР в реальном времени и петлевая изотермическая амплификация.
Результаты. Проведено генотипирование 372 образцов от пациентов с помощью секвенирования, обнаружены 54 образца, относящихся к геноварианту Альфа, 7 – к геноварианту Бета и 25 – к геноварианту B.1.1.523. Показана возможность использования как метода ПЦР в реальном времени, так и петлевой изотермической амплификации для выявления мутации N501Y коронавируса SARS-CoV-2 на различных образцах, в том числе и для различных геновариантов (Aльфа, Бета).
Заключение. Использование скрининговых методов на основе ПЦР дает возможность не только снизить экономические и временные затраты на генотипирование образцов коронавируса SARS-CoV-2, но и увеличить охват исследования за счет получения результатов для образцов, не пригодных для секвенирования.
Ключевые слова: изотермическая амплификация, коронавирус SARS-CoV-2, секвенирование, ПЦР в реальном времени, мутация
Полный текст статьи доступен
в "Библиотеке Врача"

Литература

1. Tegally H., Wilkinson E., Giovanetti M. et al. Emergence and rapid spread of a new severe acute respiratory syndrome-related coronavirus 2 (SARS-CoV-2) lineage with multiple spike mutations in South Africa. medRxiv 2020; 2. doi:10.1101/2020.12.21.20248640


2. ВОЗ анонсировала простые и легко-поризносимые обозначения для вариантов SARS-CoV-2. https://www.who.int/news/item/31-05-2021-who-announces-simple-easy-to-say-labels-for-sars-cov-2-variants-of-interest-and-concern


[WHO announces simple, easy-to-say labels for SARS-CoV-2 Variants of Interest and Concern]. (In Russ.).https://www.who.int/news/item/31-05-2021-who-announces-simple-easy-to-say-labels-for-sars-cov-2-variants-of-interest-and-concern


3. Gushchin V.A., Dolzhikova I.V., Shchetinin A.M. et al. Neutralizing activity of sera from sputnik v-vaccinated people against variants of concern (VOC: B.1.1.7, B.1.351, P.1, B.1.617.2, B.1.617.3) and Moscow endemic SARS-CoV-2 variants. Vaccines 2021; 9(7): 1–12. doi:10.3390/vaccines9070779


4. Zhou W., Wang W. Fast-spreading SARS-CoV-2 variants: challenges to and new design strategies of COVID-19 vaccines. ignal Transduct. Target. Ther. 2021; 6(1): 1–6. doi:10.1038/s41392-021-00644-x


5. Laffeber C., de Koning K., Kanaar R., Lebbink J.H.G. Experimental Evidence for Enhanced Receptor Binding by Rapidly Spreading SARS-CoV-2 Variants. J. Mol. Biol. 2021; 433(15):. 167058. doi:10.1016/j.jmb.2021. 167058


6. Mercatelli D., Giorgi F.M. Geographic and Genomic Distribution of SARS-CoV-2 Mutations. Microbiol. 2020; 11: 1–13. doi:10.3389/fmicb.2020. 01800


7. Colson P., Levasseur A., Delerce J. et al. Spreading of a new SARS-CoV-2 N501Y spike variant in a new lineage. Clin Microbiol. Infect. 2021; 27(9): 1352.e1–1352.e5. doi:https://doi.org/10.1016/j.cmi.2021.05.006


8. Durmaz B, Abdulmajed O, Durmaz R. Mutations observed in the SARS-CoV-2 spike glycoprotein and their effects in the interaction of virus with ACE-2 receptor. Medeni Med. J. 2020; 35(3): 253–60. doi:10.5222/MMJ. 2020.98048


9. Ramanathan M., Ferguson I.D., Miao W., Khavari P.A. SARS-CoV-2 B.1.1.7 and B.1.351 spike variants bind human ACE2 with increased affinity. Lancet Infect. Dis. 2021; 21(8): 1070. doi:10.1016/S1473-3099(21)00262-0


10. Harvey W.T., Carabelli A.M., Jackson B. et al. SARS-CoV-2 variants, spike mutations and immune escape. Nat. Rev. Microbiol. 2021; 19(7): 409–24. doi:10.1038/s41579-021-00573-0


11. ВОЗ. Отслеживание вариантов SARS-CoV-2. https://www.who.int/en/ activities/tracking-SARS-CoV-2-variants/.


[WHO. Tracking SARS-CoV-2 variants]. https://www.who.int/en/activities/ tracking-SARS-CoV-2-variants/.


12. Борисова Н.И., Котов И.А., Колесников А.А., Коптелева В.В., Сперанская А.С. и др. Мониторинг распространения вариантов SARS-CoV-2 (Coronaviridae: Coronavirinae: Betacoronavirus; Sarbecovirus) на территории Московского региона с помощью таргетного высокопроизводительного секвенирования. Вопр. вирусол. 2021; 66(4): 269–78. doi:10.36233/0507-4088-72


Borisova N.I., Kotov I.A., Kolesnikov A.A. et al.


13. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci.USA 1977; 74(12): 5463–7. doi: 10.1073/ pnas.74.12.5463


14. Bell J. The polymerase chain reaction. Immunol Today. 1989; 10(10): 351–5. doi: 10.1016/0167-5699(89)90193-X


15. Kramer MF, Coen DM. The polymerase chain reaction. Curr. Protoc. Protein Sci. 22002; Appendix 4: 44–50. doi:10.1002/0471140864.psa04js29


16. Gibbs R.A. DNA amplification by the polymerase chain reaction. Anal. Chem. 1990; 62(13): 1202–14. doi:10.1021/ac00212a004


17. Abdel Sater F., Younes M., Nassar H., Nguewa P., Hamze K. A rapid and low-cost protocol for the detection of B.1.1.7 lineage of SARS-CoV-2 by using SYBR Green-based RT-qPCR. Mol. Biol. Rep. Published online 2021. doi:10.1007/s11033-021-06717-y


18. Vega-Magaña N., Sánchez-Sánchez R., Hernández-Bello J. et al. RT-qPCR Assays for Rapid Detection of the N501Y, 69-70del, K417N, and E484K SARS-CoV-2 Mutations: A Screening Strategy to Identify Variants With Clinical Impact. Front Cell Infect. Microbiol. 2021; 11: 1–11. doi:10.3389/ fcimb.2021.672562


19. Kong Y.Y., Thay C.H., Tin T.C., Devi S. Rapid detection, serotyping and quantitation of dengue viruses by TaqMan real-time one-step RT-PCR. J. Virol. Methods 2006;.138(1–2): 123–30. doi:10.1016/j.jviromet.2006.08.003


20. Notomi T., Mori Y., Tomita N., Kanda H. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): principle, features, and future prospects. J. Microbiol. 2015; 53(1): 1–5. doi:10.1007/s12275-015-4656-9


21. Fowler V.L., Armson B., Gonzales J. L. et al. A highly effective reverse-transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) assay for the rapid detection of SARS-CoV-2 infection. J. Infect. 2021; 82(1): 117–25. doi:10.1016/j.jinf.2020.10.039


22. Alekseenko A., Barrett D., Pareja-Sanchez Y. et al. Direct detection of SARS-CoV-2 using non-commercial RT-LAMP reagents on heat-inactivated samples. Sci. Rep. 2021; 11(1): 1–10. doi:10.1038/s41598-020-80352-8


23. Huang W.E., Lim B., Hsu C.C. et al. RT-LAMP for rapid diagnosis of coronavirus SARS-CoV-2. Microb. Biotechnol. 2020; 13(4): 950–61. doi:10.1111/1751-7915.13586


24. Dao Thi V.L., Herbst K., Boerner K. et al. A colorimetric RT-LAMP assay and LAMP-sequencing for detecting SARS-CoV-2 RNA in clinical samples. Sci. Transl. Med. 2020; 12(556). doi:10.1126/SCITRANSLMED.ABC7075


25. Хафихзов К.Ф., Петров В.В., Красовитов К.В., Золкина М.В., Акимкин В.Г. Экспресс-диагностика новой коронавирусной инфекции с помощью реакции петлевой изотермической амплификации. Вопр. вирусол. 2021; 66(1): 17–28. https://doi.org/10.36233/0507-4088-42


Khafizov K.F., Petrov V.V., Krasovitov K.V., Zolkina М.В.Akimkin V.G.


26. The principle of LAMP method (Eiken GENOME SITE). http://loopamp. eiken.co.jp/e/lamp/snps_index.html.


27. Ding S., Chen R., Chen G. et al. One-step colorimetric genotyping of single nucleotide polymorphism using probe-enhanced loop-mediated isothermal amplification (PE-LAMP). Theranostics 2019; 9(13): 3723–31. doi:10. 7150/thno.33980


28. Varona M., Anderson J.L. Advances in Mutation Detection Using Loop-Mediated Isothermal Amplification. ACS Omeg. 2021; 6(5): 3463–9. doi:10. 1021/acsomega.0c06093


Об авторах / Для корреспонденции

Черкашина Анна Сергеевна – к.х.н., руководитель научной группы генной инженерии и биотехнологии, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; Cherkashina@pcr.ms; http://orcid.org/0000-0001-7970-7495
Голубева Анна Геннадьевна – лаборант-исследователь, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; golubeva@cmd.su; http://orcid.org/0000-0002-8266-0170
Соловьева Елена Дмитриевна – младший научный сотрудник, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; solovyova@cmd.su; http://orcid.org/0000-0002-0762-0347
Валдохина Анна Владимировна – научный сотрудник, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; valdokhina@cmd.su; http://orcid.org/0000-0002-4592-4755
Буланенко Виктория Петровна – научный сотрудник, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; bulanenko@cmd.su; http://orcid.org/0000-0001-7055-1762
Петров Вадим Викторович – руководитель научной группы разработки новых молекулярно-биологических технологий, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; petrov@pcr.ms; http://orcid.org/0000-0002-3503-2366
Красовитов Кирилл Владимирович – технолог-разработчик, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; krasovitov@cmd.su; http://orcid.org/0000-0001-7237-1810
Есьман Анна Сергеевна – научный сотрудник, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; esman@cmd.su; http://orcid.org/0000-0002-5456-7649
Миронов Константин Олегович – д.б.н., руководитель научной группы разработки новых методов выявления генетических полиморфизмов, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; mironov@pcr.ru; http://orcid.org/ 0000-0001-8207-9215
Родионова Елена Николаевна – заведующий научно-производственной лабораторией, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; rodionova@cmd.su; http:// orcid. org/0000-0003-0192-1832
Шипулина Ольга Юрьевна – старший научный сотрудник, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; Olga.shipulina@pcr.ms; http://orcid.org/ 0000-0003-4679-6772
Хафизов Камиль Фаридович – к.б.н., руководитель научной группы разработки новых методов диагностики на основе технологий секвенирования следующего поколения, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; khafizov@cmd.su; http://orcid.org/ 0000-0001-5524-0296
Акимкин Василий Геннадьевич – академик РАН, д.м.н., профессор; директор, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; crie@crie.ru; https://orcid.org/0000-0003-4228-9044


Похожие статьи

К содержанию номера

Бионика Медиа