Эффективность молекулярно-генетических методов диагностики инфекций, вызванных S. pneumoniae и H. Influenzae


DOI: https://dx.doi.org/10.18565/epidem.2023.13.2.56-62

Елькина М.А., Яцышина С.Б., Тронза Т.В., Рачина С.А., Спичак Т.В., Акимкин В.Г.

1) Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; 2) Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва, Россия
Цель исследования. Разработка и валидация набора реагентов для количественного определения ДНК S. pneumoniae и H. influenzae методом полимеразной цепной реакции в режиме реального времени (ПЦР-РВ). Оценка его эффективности в сравнении с другими методами лабораторной диагностики.
Материалы и методы. Исследовали изоляты S. pneumoniae (181) и H. influenzae (101); биологический материал от пациентов с внебольничной пневмонией (ВП) тяжелого (60 взрослых) и среднетяжелого (66 детей) течения. Сравнивали результаты ПЦР-РВ, бактериологического метода и экспресс-теста на определение антигена S. pneumoniae в моче.
Результаты. В структуре возбудителей тяжелых ВП преобладали S. pneumoniae (63%), H. influenzae встречались у 32% пациентов. S. pneumoniae обнаруживали методом ПЦР-РВ в 2–3 раза чаще, чем другими методами диагностики. Методом ПЦР-РВ ДНК H. influenzae обнаружена в мокроте 19 больных, культура выделена только у 1. Этиологию ВП у детей установили в 91% случаев, из них вирусную – в 18%. S. pneumoniae выявлены у 17%, H. influenzae – у 23%.
Заключение. Показана высокая эффективность ПЦР-РВ для диагностики инфекций, вызванных S. pneumoniae и H. influenzae. При диагностике ВП методом ПЦР-РВ материал из нижних дыхательных путей более информативен, чем из верхних.
Ключевые слова: H. influenzae, S. pneumoniae, ПЦР-РВ, внебольничная пневмония
Полный текст статьи доступен
в "Библиотеке Врача"

Литература


  1. Пшеничная Н.Ю., Гопаца Г. В., Углева С.В., Сергевнин В.И., Кудрявцева Л.Г., Лазарьков П.В. Эпидемиологические аспекты респираторных инфекций верхних и нижних отделов дыхательных путей в период пандемии COVID-19. Эпидемиол. инфекц. болезни. Актуал. вопр. 2022; 12(4): 72–6. DOI: https://dx.doi.org/10.18565/epidem. 2022.12.4.72-6

  2. Torres A., Blasi F., Dartois N., Akova M. Which individuals are at increased risk of pneumococcal disease and why? Impact of COPD, asthma, smoking, diabetes, and/or chronic heart disease on community-acquired pneumonia and invasive pneumococcal disease. Thorax 2015; 70(10): 984–9. DOI: 10.1136/thoraxjnl-2015-206780

  3. Rozenbaum M.H., Pechlivanoglou P., van der Werf T.S., Lo-Ten-Foe J.R., Postma M.J., Hak E. The role of Streptococcus pneumoniae in community-acquired pneumonia among adults in Europe: a meta-analysis. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2013; 32(3): 305–16. DOI: 10.1007/s10096-012-1778-4

  4. Внебольничная пневмония у детей. Клинические рекомендации. М.: Оригинал-макет, 2015. 64 с. – ISBN 978-5-9906603-4-2.

  5. Farajzadeh Sheikh A., Rahimi R., Meghdadi H., Alami A., Saki M. Multiplex polymerase chain reaction detection of Streptococcus pneumoniae and Haemophilus influenzae and their antibiotic resistance in patients with community-acquired pneumonia from southwest Iran. BMC Microbiol. 2021; 21(1): 343. DOI: 10.1186/s12866-021-02408-7

  6. Fally M., Israelsen S., Anhøj J., Benfield T., Tarp B., Kolte L. et al. The increasing importance of Haemophilus influenzae in community-acquired pneumonia: results from a Danish cohort study. Infect. Dis. (London) 2021; 53(2): 122–30. DOI: 10.1080/23744235.2020.1846776

  7. Yatsyshina S., Mayanskiy N., Shipulina O., Kulichenko T., Alyabieva N., Katosova L. et al. Detection of respiratory pathogens in pediatric acute otitis media by PCR and comparison of findings in the middle ear and nasopharynx. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2016; 85(1): 125–30. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2016.02.010

  8. Vergison A. Microbiology of otitis media: a moving target. Vaccine. 2008; 26 (Suppl 7): G5–10. DOI: 10.1016/j.vaccine.2008.11.006

  9. Королева И.С., Белошицкий Г.В., Королева М.А., Грицай М.И. Эпидемиологические аспекты пневмококкового менингита в Российской Федерации. Эпидемиол. инфекц. болезни. Актуал. вопр. 2020; 10(2): 6–10. DOI: https://dx.doi.org/10.18565/epidem.2020.10.2.6-10

  10. Oordt-Speets A.M., Bolijn R., van Hoorn R.C., Bhavsar A., Kyaw M.H. Global etiology of bacterial meningitis: A systematic review and meta-analysis. PLoS One 2018; 13(6): e0198772. DOI: 10.1371/journal.pone.0198772

  11. Sanaei Dashti A., Abdinia B., Karimi A. Nasopharyngeal carrier rate of Streptococcus pneumoniae in children: serotype distribution and antimicrobial resistance. Arch. Iran Med. 2012; 15(8): 500–3. PMID: 22827788

  12. Mukundan D., Ecevit Z., Patel M., Marrs C.F., Gilsdorf J.R. Pharyngeal colonization dynamics of Haemophilus influenzae and Haemophilus haemolyticus in healthy adult carriers. J. Clin. Microbiol. 2007; 45(10): 3207–17. DOI: 10.1128/JCM.00492-07

  13. Zhu H., Wang A., Tong J., Yuan L, Gao W., Shi W. et al. Nasopharyngeal carriage and antimicrobial susceptibility of Haemophilus influenzae among children younger than 5 years of age in Beijing, China. BMC Microbiol. 2015; 15: 6. DOI: 10.1186/s12866-015-0350-7

  14. Steens A., Knol M.J., Freudenburg-de Graaf W., de Melker H.E., van der Ende A. et al. Pathogen- and Type-Specific Changes in Invasive Bacterial Disease Epidemiology during the First Year of the COVID-19 Pandemic in The Netherlands. Microorganisms 2022; 10(5): 972. DOI: 10.3390/microorganisms10050972

  15. Mitsi E., Reiné J., Urban B.C., Solórzano C., Nikolaou E., Hyder-Wright A.D. et al. Streptococcus pneumoniae colonization associates with impaired adaptive immune responses against SARS-CoV-2. J. Clin. Invest. 2022; 132(7): e157124. DOI: 10.1172/JCI157124

  16. Danino D., Ben-Shimol S., van der Beek B.A., Givon-Lavi N., Avni Y.S. et al. Decline in Pneumococcal Disease in Young Children During the Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) Pandemic in Israel Associated With Suppression of Seasonal Respiratory Viruses, Despite Persistent Pneumococcal Carriage: A Prospective Cohort Study. Clin. Infect. Dis. 2022; 75(1): e1154–64. DOI: 10.1093/cid/ciab1014

  17. Cardozo D.M., Nascimento-Carvalho C.M., Souza F.R., Silva N.M. et al. Nasopharyngeal colonization and penicillin resistance among pneumococcal strains: a worldwide 2004 update. Braz. J. Infect. Dis. 2006; 10(4): 293–304. DOI: 10.1590/s1413-86702006000400015

  18. Bruin J.P., Kostrzewa M., van der Ende A., Badoux P., Jansen R., Boers S.A. et al. Identification of Haemophilus influenzae and Haemophilus haemolyticus by matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2014; 33(2): 279–84. DOI: 10.1007/s10096-013-1958-x

  19. Korppi M., Leinonen M., Ruuskanen O. Pneumococcal serology in children’s respiratory infections. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2008; 27(3): 167–75. DOI: 10.1007/s10096-007-0436-8

  20. Лабораторная диагностика внебольничной пневмонии пневмококковой этиологии. Методические рекомендации МР 4.2.0114-16. Эпидемиология и вакцинопрофилактика 2016; 15(5): 85.

  21. Idelevich E.A., Schlattmann A., Kostrzewa M., Becker K. Development of a novel MALDI-TOF MS-based bile solubility test for rapid discrimination of Streptococcus pneumoniae. Int. J. Med. Microbiol. 2020; 310(3): 151413. DOI: 10.1016/j.ijmm.2020.15141

  22. Nix I.D., Idelevich E.A., Schlattmann A., Sparbier K., Kostrzewa M., Becker K. MALDI-TOF Mass Spectrometry-Based Optochin Susceptibility Testing for Differentiation of Streptococcus pneumoniae from other Streptococcus mitis Group Streptococci. Microorganisms 2021; 9(10): 2010. DOI: 10.3390/microorganisms9102010

  23. Hinz R., Zautner A.E., Hagen R.M., Frickmann H. Difficult identification of Haemophilus influenzae, a typical cause of upper respiratory tract infections, in the microbiological diagnostic routine. Eur. J. Microbiol. Immunol. (Bp.) 2015; 5(1): 62–7. DOI: 10.1556/EUJMI-D-14-00033

  24. Gadsby N.J., McHugh M.P.., Russell CD., Mark H., Conway M.A., Laurenson I.F. et al. Development of two real-time multiplex PCR assays for the detection and quantification of eight key bacterial pathogens in lower respiratory tract infections. Clin. Microbiol. Infect. 2015; 21(8): 788.e1-788.e13. DOI: 10.1016/j.cmi.2015.05.004

  25. Abdeldaim G., Herrmann B., Mölling P., Holmberg H., Blomberg J., Olcén P. et al. Usefulness of real-time PCR for lytA, ply, and Spn9802 on plasma samples for the diagnosis of pneumococcal pneumonia. Clin. Microbiol. Infect. 2010; 16(8): 1135–41. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2009.03069.x

  26. Kais M., Spindler C., Kalin M., Ortqvist A., Giske C.G. Quantitative detection of Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae and Moraxella catarrhalis in lower respiratory tract samples by real-time PCR. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2006; 55(3): 169–78. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2006.01.007

  27. Krenke K., Sadowy E., Podsiadły E., Hryniewicz W., Demkow U., Kulus M. Etiology of parapneumonic effusion and pleural empyema in children. The role of conventional and molecular microbiological tests. Respir. Med. 2016; 116: 28–33. DOI: 10.1016/j.rmed.2016.05.009

  28. Захаренков И.А., Рачина С.А., Дехнич Н.Н., Козлов Р.С., Синопальников А.И., Иванчик Н.В. и др. Этиология тяжелой внебольничной пневмонии у взрослых: результаты первого российского многоцентрового исследования. Терапевтический архив 2020; 92(1): 36–42. DOI: 10.26442/00403660.2020.01.000491

  29. Strålin K., Bäckman A., Holmberg H., Fredlund H., Olcén P. Design of a multiplex PCR for Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae, Mycoplasma pneumoniae and Chlamydophila pneumoniae to be used on sputum samples. APMIS 2005; 113(2): 99–111. DOI: 10.1111/j.1600-0463.2005.apm1130203.x

  30. Luznik D., Kosnik M., Tomic V. Comparison of Seeplex PneumoBacter aCE detection assay and in-house multiplex PCR for the identification of Streptococcus pneumoniae. New Microbiol. 2015; 38(1): 51-8. PMID: 25742147

  31. Rolo D., Simões A., Domenech A., Fenoll A., Liñares J., de Lencastre H. et al. Disease isolates of Streptococcus pseudopneumoniae and non-typeable S. pneumoniae presumptively identified as atypical S. pneumoniae in Spain. PLoS One 2013; 8(2): e57047. DOI: 10.1371/journal.pone.0057047

  32. de Gier C., Kirkham L.A., Nørskov-Lauritsen N. Complete Deletion of the Fucose Operon in Haemophilus influenzae Is Associated with a Cluster in Multilocus Sequence Analysis-Based Phylogenetic Group II Related to Haemophilus haemolyticus: Implications for Identification and Typing. J. Clin. Microbiol. 2015; 53(12): 3773–8. DOI: 10.1128/JCM.01969-15

  33. Meyler K.L., Meehan M., Bennett D., Cunney R., Cafferkey M. Development of a diagnostic real-time polymerase chain reaction assay for the detection of invasive Haemophilus influenzae in clinical samples. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2012; 74(4): 356–62. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2012.08.018

  34. Ladhani S., Slack M.P., Heath P.T., von Gottberg A., Chandra M., Ramsay M.E.; European Union Invasive Bacterial Infection Surveillance participants. Invasive Haemophilus influenzae Disease, Europe, 1996–2006. Emerg. Infect .Dis. 2010; 16(3): 455–63. DOI: 10.3201/eid1603.090290

  35. Abdeldaim G.M., Strålin K., Kirsebom L.A, Olcén P., Blomberg J., Herrmann B. Detection of Haemophilus influenzae in respiratory secretions from pneumonia patients by quantitative real-time polymerase chain reaction. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2009; 64(4): 366–73. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2009.03.030

  36. Binks M.J., Temple B.., Kirkham LA., Wiertsema S.P., Dunne E.M, Richmond P.C. et al. Molecular surveillance of true nontypeable Haemophilus influenzae: an evaluation of PCR screening assays. PLoS One. 2012; 7(3): e34083. DOI: 10.1371/journal.pone.0034083

  37. Janson H., Melhus A., Hermansson A., Forsgren A. Protein D, the glycerophosphodiester phosphodiesterase from Haemophilus influenzae with affinity for human immunoglobulin D, influences virulence in a rat otitis model. Infect. Immun. 1994; 62(11): 4848–54. DOI: 10.1128/iai.62.11.4848-4854.1994

  38. Johnson R.W., McGillivary G., Denoël P., Poolman J., Bakaletz L.O. Abrogation of nontypeable Haemophilus influenzae protein D function reduces phosphorylcholine decoration, adherence to airway epithelial cells, and fitness in a chinchilla model of otitis media. Vaccine 2011; 29(6): 1211–21. DOI: 10.1016/j.vaccine.2010.12.003

  39. Price E.P., Sarovich D.S., Nosworthy E., Beissbarth J., Marsh R.L., Pickering J. et al. Haemophilus influenzae: using comparative genomics to accurately identify a highly recombinogenic human pathogen. BMC Genomics 2015; 16(1): 641. DOI: 10.1186/s12864-015-1857-x

  40. Hu F., Rishishwar L., Sivadas A., Mitchell G.J., Jordan I.K., Murphy T.F. et al. Comparative Genomic Analysis of Haemophilus haemolyticus and Nontypeable Haemophilus influenzae and a New Testing Scheme for Their Discrimination. J. Clin. Microbiol. 2016; 54(12): 3010–7. DOI: 10.1128/JCM.01511-16

  41. Strålin K., Herrmann B., Abdeldaim G., Olcén P., Holmberg H., Mölling P. Comparison of sputum and nasopharyngeal aspirate samples and of the PCR gene targets lytA and Spn9802 for quantitative PCR for rapid detection of pneumococcal pneumonia. J. Clin. Microbiol. 2014; 52(1): 83–9. DOI: 10.1128/JCM.01742-13


Об авторах / Для корреспонденции

Елькина Мария Александровна – младший научный сотрудник лаборатории молекулярной диагностики и эпидемиологии инфекций дыхательных путей, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; melkina@cmd.su; https://orcid.org/0000-0003-4769-6781
Яцышина Светлана Борисовна – к.б.н., заведующий лабораторией молекулярной диагностики и эпидемиологии инфекций дыхательных путей, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; svetlana.yatsyshina@pcr.ms; https://orcid.org/0000-0003-4737-941X
Тронза Татьяна Васильевна – руководитель направления лабораторных исследований лаборатории клинической микробиологии и микробной экологии человека, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; tronza@cmd.su; https://orcid.org/0000-0002-0606-0747
Рачина Светлана Александровна, д.м.н., заведующая кафедрой госпитальной терапии № 2, Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва, Россия; Svetlana.Ratchina@antibiotic.ru; https://orcid.org/0000-0002-3329-7846
Спичак Татьяна Владимировна – д.м.н., профессор кафедры педиатрии и общественного здоровья, Институт подготовки медицинских кадров, НМИЦ здоровья детей Минздрава России, Москва, Россия; tv.spichak@mail.ru
Акимкин Василий Геннадьевич – д.м.н., академик РАН, директор, Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Москва, Россия; akimkin@pcr.ms; https://orcid.org/0000-0003-4228-9044


Похожие статьи

К содержанию номера

Бионика Медиа