Роль пероксида водорода в зависимой от миелопероксидазы антимикробной активности нейтрофилов


Роговин В.В., Муравьев Р.А.

Институт химической физики им. Н.Н.Семенова РАН, Москва
В статье рассматривается роль пероксида водорода (Н2О2 ) в зависимой от миелопероксидазы антимикробной активности главных защитных клеток организма человека – нейтрофильных лейкоцитов – в образовании сильного бактерицидного агента – хлорноватистой кислоты и ее ионной формы (НОCl/OCl¯). Миелопероксидаза находится в большом количестве в специализированных антимикробных органеллах – пероксидазосомах. Она катализирует восстановление Н2О2 до Н2О, окисляясь при этом до активной ферментативной формы, способной двуэлектронно окислять Cl-до HOCl/OCl¯. После слияния пероксидазосом с фагосомами в них поступает целый ряд цитотоксических агентов, включая миелопероксидазу, образуемых оксидазной системой фагосомной мембраны Н2О2, C¯, поступающих через анионные хлоридные каналы мембраны фагосом. Ключевое значение для оптимальной антимикробной активности нейтрофилов имеет образование в фагосомах HOCl/OCl¯, уничтожающей и разрушающей патогенные микроорганизмы.

Главные защитные клетки организма человека, его первая «линия обороны» – это нейтрофильные лейкоциты, эффективно уничтожающие многочисленные формы патогенных микроорганизмов. Это происходит в результате протекающих в нейтрофилах окислительно-восстановительных или редокс-реакций при участии частично восстановленных форм кислорода. Будучи хорошим окислителем, кислород и сам может выступать в качестве оружия защиты. Его использовали при лечении газовой гангрены, вызываемой анаэробными микроорганизмами, но в качестве защитного средства от любых патогенов он не может быть пригоден. Причина заключается в его кинетической инертности. Для преодоления этого его необходимо активировать, тогда диоксиген последовательно восстанавливается через супероксид-анион (О2 ̄) и пероксид водорода (Н2О2) до воды [1]. Частично восстановленные формы (О2 ̄ и Н2О2) уже более реактивны, но О2 ̄ реагирует с очень малым числом биомолекул [2]. Это объясняется тем, что заряженная молекула с кратким временем жизни (1/2 = 10 ̄6 с) быстро дисмутирует спонтанно или ферментативно до Н2О2. Последний также реактивен и является хорошим окислителем. Один он плохо реагирует с подавляющим большинством биомолекул, поскольку реакции с его участием требуют высокой энергии активации, а потому слишком медленны, чтобы быть пригодными для быстрых физиологических реакций по уничтожению патогенов. Но Н2О2 способен окислять присутствующие в организме ионы галоидов до сильных бактерицидных агентов. Это относится к ионам йода, брома и хлора. Реально в организме человека ионы галоидов окисляются не просто одним Н2О2, а его комплексной формой с пероксидазами, в частности с миелопероксидазой (МПО), главным и ключевым защитным ферментом нейтрофилов [3]. Именно активная форма МПО, то есть комплекс ее с Н2О2 или «активная» форма Н2О2, окисляет ионы галоидов и особенно наиболее физиологически распространенный хлорид-ион (Cl ̄) до наиболее сильного антимикробного агента HOCl – хлорноватистой кислоты и ее ионной формы – OCl ̄ [4, 5]. Это и происходит в фагосоме нейтрофила, содержащей инфекционное начало. При физиологическом рН среды порядка 7,5 образуется смесь HOCl/OCl ̄, а со снижением рН образуется и молекулярный хлор (Cl2), то есть в фагосоме создается смесь окислителей с сильными бактерицидными свойствами [6–8].

Непосредственные антимикробные реакции в содержащей патогены фагосоме начинаются с их слияния с миелопероксидазосодержащими специализированными антимикробными органеллами фагоцитов – пероксидазосомами. Находящаяся в них МПО поступает в фагосому, где избирательно реагирует с молекулами бактериальных клеток и уничтожает их. Даже в наномолярной концентрации МПО усиливает бактерицидность Н2О2 в 1000 раз [9] (такова степень «активации» Н2О2, поскольку он выступает уже в форме HOCl). Для этого в нейтрофилах создаются все условия для появления в фагосомах высокой концентрации Cl ̄, достигающей 0,1 М, при содержании МПО порядка 1,6 мМ и среднем объеме фагосомы 10–15 л или 1,2 фемтолитра [10]. С началом фагоцитоза Cl ̄ очень быстро поступает в нарождающуюся фагосому по анионному Cl-каналу [11, 12]. Скорость его поступления должна быть очень высокой, поскольку в период так называемой «фагоцитозной дыхательной вспышки» потребления кислорода последний поступает в фагосому со скоростью 2,5 мМ/с и почти 90% его идет на образование HOCl, генерируемой системой МПО–Н2О2–Cl ̄ со скоростью 2,2 мМ/с. Следовательно, и Cl ̄ должен поступать в фагосому с той же или бoльшей скоростью, чтобы соответствовать всем перечисленным параметрам. Даже при субоптимальной активации нейтрофила скорость поступления Cl ̄ равна 0,31 мМ/с, то есть вполне адекватна степени активации нейтрофилов и скорости образования HOCl [12]. А это вполне соответствует оптимальной при таких условиях антимикробной активности системы МПО–Н2О2–Cl ̄. Действие такой системы губительно для присутствующих в фагосоме бактерий, простейших, грибков и вирусов. Так, антистафилококковая система эффективна в следующем составе: 50 нМ МПО, 150 мкМ Н2О2 и 130 мМ Cl ̄ [13]. При оптимальных условиях более 50% золотистых стафилококков гибнет за первые 12,3 мин при комнатной температуре, а все погибают на 120-й минуте. Быстрая гибель бактерий наступает после наносимого HOCl повреждения бактериальной энергетической системы, расположенной на бактериальной мембране.

В фагосомах нейтрофилов человека в норме МПО содержится в количестве, достаточном для создания оптимального антимикробного эффекта, и увеличение или уменьшение ее содержания в 2 раза не сказывается на антимикробной активности нейтрофила. Бoльшее значение имеет усиление НАДФ•Н-оксидазной активности для достаточного снабжения фагосомы Н2О2. В фагосоме эта оксидаза – единственный источник Н2О2 и заменить ее экзогенным источником полностью не удается [12]. HOCl также невозможно заменить ни ее производными – хлораминами (даже при тысячекратном увеличении), ни антимикробными катионными белками и серинопротеазами, содержащимися вместе с МПО. Они могут играть роль лишь дополнительных антимикробных факторов. Следует подчеркнуть, что оптимальная антимикробная активность HOCl ограничена мембраной фагосом [14]. Именно в фагосомах создана слаженная система поступления Н2О2 и Cl ̄ при достаточной для этого концентрации МПО с участием иных органелл нейтрофила. Этим обеспечивается необходимая воспалительная реакция. Экстраклеточно в плазме крови HOCl теряет свой антимикробный потенциал благодаря присутствию множества альтернативных субстратов, оказывая не бактерицидное, а напротив, цитотоксическое действие, названное «эндотелиальным ядом» [15]. Это продемонстрировано на примере многих заболеваний, сопровождаемых хроническим воспалением с участием МПО и ее системы при утечке из фагоцитов. Именно в фагосоме создается специфическая микросреда, где многие антимикробные агенты пероксидазосом оперируют в одиночку, а чаще синергично, придавая нейтрофилу способность реагировать на множество разнообразных патогенов при ключевой роли системы МПО. Даже гибнущие нейтрофилы при помощи НАДФ•Н-оксидазы с непосредственным участием МПО создают бактериостатические экстраклеточные ловушки, захватывающие и подавляющие рост патогенов [16, 17]. Такие ловушки состоят из хроматина ядра с присоединенной к нему МПО, катионных пептидов и серинопротеаз, то есть компонентов пероксидазосом. Это важно для ограничения системной инфекции и защиты от трудно фагоцитируемых гифовых форм грибков. Для построения такой ловушки необходимо продолжение оксидазной активности и наличие МПО. На первый план в такой ловушке выходят протеолитическая активность серинопротеаз и катионные (неферментативные) свойства самой МПО, совместно оказывающие бактериостатическое действие при минимальном поражении окружающей ткани.

Использование свободнорадикальных и пероксидных процессов в качестве механизма защиты является эволюционно очень древним, а галогенирующая пероксидазная система восходит по своему происхождению к очень примитивным древним организмам, поскольку придает им эволюционное преимущество перед другими, не обладающими такой системой [18].

Кратко описанная антимикробная система МПО, работающая идеально при оптимальных условиях, тем не менее дает сбои. Так, часть вирулентных штаммов микробов выживает в фагосомах нейтрофила, что неоднократно проявляется в появлении довольно опасных внутрибольничных инфекций, в частности вызываемых вирулентными и устойчивыми к антибиотику метициллину золотистыми стафилококками [13]. Такие инфекции с трудом поддаются лечению. Попадая во враждебную среду фагосомы, вирулентные штаммы «напрягают» все свои силы, чтобы «бежать» из фагосомы, выдержать действие этой среды или репарировать нанесенные структурные повреждения в ходе антимикробной атаки, а в крайнем случае нанести ответный удар – лизировать нейтрофил. У микробов (например, у стафилококков) активируется собственная защитная система, сопряженная с выработкой альфа-гемолизина, способного совместно с присутствующими пероксидазосомными серинопротеазами уничтожить сам нейтрофил [19]. Выживающая в нейтрофиле субпопуляция патогена может быть результатом повышенной микробной нагрузки на клетку, то есть в таких условиях возникает банальная нехватка системы МПО на все фагосомы, происходит сбой в адекватном снабжении Н2О2 и Cl ̄. Проблема выживания субпопуляции патогена должна изучаться в целом на основе физиологии данного микроба и пероксидазосом как специфических защитных органелл, содержащих МПО, катионные пептиды и серинопротеазы [20], физиологически функционирующие в фагосомах.

Нередко инфекции возникают в виде побочных реакций на применение лекарственных средств (ксенобиотиков). Одни лекарственные средства подавляют экспрессию МПО в фагоцитах, другие, попадая внутрь нейтрофила в его фагосомы и реагируя с МПО, подавляют выработку системой МПО HOCl [21]. Статины, применяемые для подавления синтеза холестерина при лечении атеросклероза и в качестве антивоспалительного средства при других хронических заболеваниях, одновременно подавляют выработку МПО [21]. А это сопряжено с риском развития оппортунистических инфекций (например, в урогенитальном тракте), появляющихся у больных с уже ослабленным иммунитетом со стертыми воспалительными реакциями. Другие [ацетаминофен (парацетамол), салицилаты, темпол (органический нитроксид)], попадая в фагосому, снижают или подавляют образование HOCl [21, 22]. Сказанное относится к очень многим противовоспалительным лекарственным средствам. Такие и подобные средства применяют для подавления экстраклеточной активности МПО, а особенно работы системы МПО–Н2О2–Cl ̄, иными словами, выработки «эндотелиального яда» – HOCl и хлораминов. К сожалению, попутно они, попадая в нейтрофилы, нарушают работу фагосомной антимикробной системы МПО. Такого рода нарушения появляются под влиянием не только лекарственных, но и окружающих ксенобиотиков, способных вызвать явление, известное как химический иммунодефицит. Поэтому необходим мониторинг содержания в крови МПО, систем МПО–Н2О2 (учитывается пероксидазная активность с образованием радикалов субстратов) и МПО–Н2О2–Cl ̄ (учитывается цитотоксическая галогенирующая активность).

Таким образом, изучение действия ксенобиотиков лекарственного или промышленного происхождения на активность системы МПО носит пока фрагментарный характер, а комплексное изучение пероксидазосом в целом в контексте физиологии и патофизиологии нейтрофилов в процессе борьбы с патогенами еще не начиналось. А это чрезвычайно важно, например, в связи с угрозой биотерроризма (известны попытки применения вирулентных штаммов возбудителей туляремии и сибирской язвы, действующих на пероксидазосомные антимикробные системы, предупреждая их активацию). Достаточно всего 10 возбудителей туляремии в аэрозоле, чтобы вызвать молниеносную летальную пневмонию [23]. Кроме того, возникла проблема, связанная с эволюционированием микроорганизмов, их генотипов, устойчивых к антибиотикам. Это относится к золотистым стафилококкам, туберкулезным микобактериям. Поэтому актуально комплексное изучение МПО как ключевого защитного, антиинфекционного средства организма человека и пероксидазосом в целом, их свойств, строения, стимулирования и порядка функционирования. От этого во многом зависит выживание человека в меняющемся, к сожалению, в худшую сторону мире.


Литература


1. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. Free Radicals in Biology and Medicine. Oxford: Oxford University Press, 2007. 300 p.
2. Winterbourn C.C. Reconciling the chemistry and biology of reactive oxygen species. Nat. Chem. Biol. 2008; 4(5): 278–286.
3. Klebanoff S. J. Myeloperoxidase: friend and foe. J. Leukoc. Biol. 2005; 77(5): 598–625.
4. Arnholdd J., Flemmig J. Human myeloperoxidase in innate and ackuired immunity. Arch. Biochem. Biophys. 2010; 500(1): 92–106.
5. Vlasova I. I., Sokolov A.V., Arnhold J. The free amino acid tyrosine enhances the chlorinating activity of human myeloperoxidase. J. Inorganic Biochem. 2012; 106(1): 75–83.
6. Ponasenko O.H., Spateholz H., Schiler J., Arnhold J. Myeloperoxidase – induced formation of chlorhydrins and lysophospholipids from unsaturated phosphatidylcholines. Free Radic. Biol. Med. 2003; 34(5): 553–562.
7. King D.A., Hannun D., Qi J.-S., Hurst J.K. HOCl – mediated cell death and metabolic dysfunction in the yeast Saccharomices cereviae. Arch. Biochem. Biophys. 2004;
423(1): 170–181.
8. Nauseef W.M. How human neutrophils kill and degrade microbes: an integrated view. Immunol. Rev. 2007; 219(1): 88–102.
9. Allen R.C., Stephens J.T. Myeloperoxidase selectively binds and selective kills microbes. Infect. Immun. 2011; 79(1): 474–485.
10. Winterbourn C.C., Hampton M.B., Livesey J.H., Kette A.J. Modeling the reaction of superoxide and myeloperoxidase in the neutrophil phagosome: implications for microbial
killing. J. Biol. Chem. 2006; 281(35): 39860–39869.
11. Painter R.G., Bonvillan R.W., Valentine V.G., Lombard G. A., LaPlace S. A., Nauseef W. M., Wang G. The role of chloride anion and CFTR in killing of Pseudomonas aeruginosa by
normal and CF neutrophils. J. Leukoc. Biol. 2008; 83(9): 1345–1353.
12. Painter R. G., Morrero L., Lombard G.A., Valentine V. G., Nauseef W. M., Wang G. CFTR – mediated halide transport in phagosomes of human neutrophils. J. Leukoc. Biol. 2010; 87(4): 933–942.
13. Schwartz J., Leidal K.G., Femling J. K., Weiss J. P., Nauseef W.M. Neutrophil bleaching of GFP – expressing staphylococci: probing the intraphagosomal fate of individual bacteria. J. Immunol. 2009; 183(7): 2632–2641.
14. Муравьев Р.А., Бут П.Г., Фомина В.А., Роговин В.В. Механизм бактерицидной активности в фагосомах нейтрофилов. Известия РАН. Сер. биол. 2002; 4: 437–441.
15. Davies M.J., Hawikins C.L., Pattison D.I., Rees M.D. Mammalian hemeperoxidases: from molecular mechanisms to health implications. Antioxid. Redox. Signal. 2008; 10(7): 1199–1234.
16. Papayannopoulos V., Zychlinsky A. NETs: a new strategy for using old weapons. Trends Immunol. 2009; 30(11): 513–521.
17. Metzler K.D., Fuchs T.A., Nauseef W.M., Rheumaux D., Roesler J., Schultze I., Wahn V., Papayannopoulos V., Zychlinsky A. Myeloperoxidase is required for neutrophil extraacellular
trap formation: implications for innate immunity. Blood. 2011; 117(6): 953–959.
18. Bernroitner M., Zamocky M., Furtmuller P.G., Peschek G., Obinger C. Occurrence, phylogeny, structure, and function of catalases and peroxidases in cyanobacteria. J. Exp. Bot.
2009; 60(2): 423–440.
19. Pang Y.Y., Schwartz J., Thoendel M., Ackermann L.W., Horswill A.R., Nauseef W.M. agr – Dependent interactions of Staphylococcus aureus USA 300 with human polymorphonuclear neutrophils. J. Innate Immun. 2010; 2(3): 546–559.
20. Роговин В.В., Муравьев Р.А., Муштакова В.М. Состав пероксидазосом нейтрофилов. Известия АН. Сер. биол. 2001; 4: 396–401.
21. Malle E., Furtmuller P.G., Sattler W., Obinger C. Myeloperoxidase: a target for new drug development. Br. J. Pharmacol. 2007; 152(5): 838–854.
22. Rees M.D., Bottle S.E., Fairfull-Smith K.E., Malle E., Whitelock J.M., Davies M.J. Inhibition of myeloperoxidase – mediated hypochlorous acid production by neutroxides. Biochem. J. 2009; 421(1): 70–86.
23. Morelandd J.G., Hook J. S., Bailey G., Ulland T., Nauseef W.M. Francisella tularensis directly interacts with the endothelium and recruits neutrophils with a blunted inflammatory
phenotype. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2009; 296(10): L1076–L1084.


Об авторах / Для корреспонденции


Роговин Всеволод Викторович – д-р мед. наук, проф., зав. лаб. клеточных окислительно-восстановительных процессов Института химической физики им. Н.Н.Семенова РАН
Адрес: 119991, Москва, ул. Косыгина, д. 4а
Телефон: +7(495) 936-12-09
E-mail: viknik-fomin@mail.ru

Муравьев Роблен Африканович – канд. биол. наук, ст. науч. сотр. Института химической физики им. Н.Н.Семенова РАН


Бионика Медиа